Regeneración
in vitro de arnaucho (Capsicum chinense Jacq.) a partir de yemas
apicales
In vitro
regeneration of arnaucho (Capsicum chinense Jacq.) from apical buds
Angel David Hernández Amasifuen;
Alexandra Jherina Pineda Lázaro; Julio Alcides Rojas Chávez; Hermila Belba Díaz
Pillasca
Laboratorio de Biotecnología Vegetal, Universidad
Nacional José Faustino Sánchez Carrión, Av. Mercedes Indacochea 609, Huacho.
*Autor
corresponsal: adhernandz@hotmail.com (A. D. Hernández
Amasifuen).
ID
ORCID de los autores
A.
D. Hernández Amasifuen: 
https://orcid.org/0000-0001-8267-409X
A.
J. Pineda Lázaro: 
https://orcid.org/0000-0002-0783-8434
J.
A. Rojas Chávez: https://orcid.org/0000-0001-7410-9154
H.
B. Díaz Pillasca: https://orcid.org/0000-0002-2491-3774
RESUMEN
El
ají supano o arnaucho (Capsicum chinense Jacq.), es un ecotipo originario
del valle de Supe, provincia de Barranca, de gran importancia en la cultura
culinaria del norte chico de la región Lima. En la actualidad su área de
cultivo se encuentra reducida, siendo su única área de conservación in situ,
por lo que es necesario su conservación en condiciones ex situ, como bancos
de semillas o in vitro. La alternativa de conservación en condiciones in
vitro permitirá obtener plántulas libres de patógenos, su multiplicación
masiva en cualquier época del año y conservación para programas de mejoramiento
genéticos. Con este contexto, se planteó el objetivo de obtener plántulas
completas mediante la regeneración in vitro de arnaucho a partir de
yemas apicales. Se establecieron in vitro semillas de arnaucho
desinfectando con alcohol (70%) y NaClO (1.5 %) y cultivados en medio MS. Para
la regeneración se presentaron tratamientos con diferentes concentraciones de
sales MS y ácido giberélico. Se regeneraron plántulas completas en todos los
tratamientos, así como la formación de raíces. Se obtuvieron plántulas de mayor
altura (9,11 cm), número de nudos (5,89) y número de hojas (8,35) con la
adición de 0,5 mg/L de ácido giberélico al medio de cultivo.
Palabras clave: Biotecnología; ají supano; ácido giberélico; Supe;
Barranca.
ABSTRACT
The
chili from Supe or arnaucho (Capsicum chinense Jacq.), is an ecotype
native to the Supe valley, Barranca province, of great importance in the
culinary culture of the northern part of the Lima region. At present, its
cultivation area is reduced, being its only conservation area in situ,
so it is necessary to preserve it in ex situ conditions, such as seed
banks or in vitro. The alternative of conservation under in vitro
conditions will allow obtaining pathogen-free seedlings, their massive
multiplication at any time of the year and conservation for genetic improvement
programs. With this context, the objective of obtaining complete seedlings by in
vitro regeneration of arnaucho from apical buds was raised. Arnaucho seeds
were established in vitro by disinfecting with alcohol (70%) and NaClO
(1.5%) and cultured in MS medium. For regeneration, treatments with different
concentrations of MS salts and gibberellic acid were presented. Complete
seedlings were regenerated in all treatments, as well as the formation of
roots. Seedlings of greater height (9.11 cm), number of nodes (5.89) and number
of leaves (8.35) were obtained with the addition of 0.5 mg / L of gibberellic
acid to the culture medium.
Keywords: Biotechnology; chili from Supe; gibberellic
acid; Supe; Barranca.
Recibido: 14-01-2021.
Aceptado: 11-03-2021.
Dentro de los
miembros más importantes de la familia de las Solanáceas forma parte el género Capsicum,
dotada de gran importancia histórica, culinaria y agroeconómica. El uso del
cultivo se remonta a la época prehispánica por lo que se le considera dentro de
los cultivos domesticados más antiguos, siendo útil como condimento y en
aplicaciones medicinales (Rodríguez et al., 2015).
La expansión y
modificación de los ajíes al mundo surgió a mediados de la década de 1650
impulsada por los españoles en Europa, desde sus centros de origen; la región
Andina Central y Mesoamérica, en estas zonas se concentran de 20 a 30 ancestros
silvestres, de los cuales 11 se ubican en el Perú, donde se puede encontrar
comercialmente distintas variedades de 5 especies principalmente cultivadas
como; Capsicum annum L, Capsicum baccatum L., Capsicum
chinense Jacq. y Capsicum frutescens L., Capsicum pubescens
Ruiz & Pav. Esta producción se desarrolla dentro de 24 departamentos del
Perú, donde Lima destaca por su mayor producción de ají amarillo y en Oxapampa
se produce más el rocoto (Ibiza et al., 2012).
El consumo del
ají es difundido por la gran gastronomía peruana, que en favor de potenciar la
economía peruana y de los productores de ajíes, propone el uso de los ajíes
nativos de nuestro país por lo que investigaciones como Meckelmann et al.
(2013), plantean profundizar los conocimientos sobre éstos asimismo de
seleccionar ajíes promisorios proyectando el incremento de la producción de
semillas de estas variedades en los campos. De esta selección reluce en la
gastronomía los ajíes de la especie Capsicum chinense Jacq.,
oriundos de la Amazonia peruana y distribuidos y adaptados a climas cálidos y
secos de la costa norte del Perú y países del norte de Sudamérica.
En el Perú se
considera a Capsicum chinense Jacq., como el ají que presenta
mayor variabilidad genética, debido a su diversidad de tamaños, formas y
colores, una característica común en cultivos de la costa del norte del Perú.
Los principales cultivos de Capsicum chinense Jacq., que se
consideran en el Perú son el ají dulce, ají limo, ají mochero, ají panca y ají
supano (Aliaga, 2019; López et al., 2020).
El ají supano o
arnaucho, es un ecotipo de Capsicum chinense Jacq., originario
del valle de Supe, en la provincia de Barranca. Es precariamente estudiado pero
muy representativo en la cultura culinaria del Norte Chico de la región Lima,
su fruto se comercializa en los mercados de los distritos de la provincia de
Barranca. Se caracteriza por poseer un color morado rojo tipo trompo o globoso (Aliaga,
2019).
Como recurso filogenético, el arnaucho comparte un acervo común con Capsicum
annum L. por lo que son compatibles. Además, se reconoce que Capsicum
chinense Jacq contiene genes útiles en el rendimiento de la fruta, la
resistencia a enfermedades y la acumulación de metabolitos; por tanto, esto
conlleva a que su conservación sea de importancia para el mejoramiento genético
de otras especies de ajíes (Aliaga et al., 2018; Aliaga & Vega, 2018).
El arnaucho
presenta pocas áreas de cultivo, representado por ochos agricultores que los
mantienen de manera tradicional en un área aproximada de 250 m2 en
la cuenca baja del rio Supe, abordando los sectores de la campiña de rio seco,
campiña de Supe y Supe Pueblo. Considerándose al ecotipo en riesgo por
preferencia en otros cultivos comerciales, de continuar esta actividad se
podría presentar la perdida de estos genotipos con genes de gran valor
agronómico, así como se va evidenciando en ciudades cercanas a la provincia de
Barranca y otras partes del Perú, en especies nativas o endémicas (Aliga et
al., 2020; Díaz et al., 2020).
El método de
conservación que presenta el arnaucho es in situ, a partir de semillas
de sus propias producciones. Pero es necesario la conservación de este
importante material vegetal ex situ, en bancos de germoplasma que puedan
respaldar al método convencional de conservación. Dentro de los métodos ex situ
se podría optar por la conservación in vitro, debido a que permite mantener
el material vegetal durante todo el año sin el efecto de los cambios
estacionales, además presenta la ventaja de mantenerlos libre de patógenos y
aprovechar en propagar los genotipos más promisorios para futuros programas de
mejoramiento genético (Bonilla, 2015).
La aplicación
de la biotecnología en especies de interés agronómico ha permitido desarrollar
nuevos métodos de conservación y mejoramiento genético, es así mediante el
cultivo in vitro de tejidos vegetales se ha logrado regenerar plantas
completas a partir de cualquier órgano, tejido o celular de una planta madre.
Así mismo se ha logrado en estas condiciones propagar clonalmente individuos
que no presentaban estas características de manera natural, multiplicando en
gran cantidad individuos que presentan características de gran interés agronómico
(Gutiérrez et al., 2003).
Por lo tanto, el
objetivo del trabajo de investigación fue obtener plántulas completas mediante
la regeneración in vitro de arnaucho (Capsicum chinense Jacq.) a
partir de yemas apicales.
Material
vegetal
Se colectaron
frutos maduros de arnaucho de la campiña del distrito de Supe, provincia de
Barranca, departamento de Lima, y fueron trasladados al Laboratorio de
Biotecnología Vegetal de la escuela de Biología con mención en Biotecnología,
ubicado en la Universidad Nacional José Faustino Sánchez Carrión.
Preparación de
medios de cultivo
El medio de cultivo
MS estuvo constituido por sales descritas por Murashige & Skoog (1962) a la
mitad de su concentración, suplementado con sacarosa (17 g/L) y agar (6 g/L).
El pH se ajustó antes de llevar a la autoclave a 5,8 con HCI 1N y NaOH 1N. Los
medios de cultivo se autoclavaron a 121 °C y 1,2 bar de presión durante 20
minutos.
Establecimiento
in vitro
Los frutos
fueron seccionados para extraer las semillas de su interior, posterior se
enjuagaron con agua y detergente liquido por unos cinco minutos. Las semillas
pasaron por la fase de desinfección según el protocolo para el establecimiento in
vitro de semilla de Capsicum (Hernández et al., 2019),
sumergiéndolas en solución de alcohol (70%) durante 60 segundos, seguidamente
en solución de NaClO (1,5%) durante 10 minutos en agitación constante, después se
enjuagaron en agua destilado estéril por cinco minutos, repitiéndose este último
paso dos veces más. Finalmente se colocaron tres semillas en tubo de ensayo con
medio de cultivo y se mantuvieron en cámara de crecimiento con 25 ±1 °C, 75% de
humedad, intensidad lumínica de 1500 lux, fotoperiodo de 16 horas luz y 8 horas
de oscuridad durante seis semanas.
Regeneración in
vitro
Se seccionaron
hojas y raíces de las plántulas germinadas in vitro, dejando epicótilos
con yemas terminales. Los explantes se transfirieron a medios de cultivo con
diferentes concentraciones de sales MS y ácido giberélico (Tabla 1). Todos los
tratamientos estuvieron suplementados con glicina (2 mg/L), mioinositol (100
mg/L), ácido nicotínico (0,5 mg/L), piridoxina HCL (0,5 mg/L), tiamina HCL (0,1
mg/L), sacarosa (21 g/L) y agar (7 g/L), con pH de 5,8.
Todos los
tratamientos se mantuvieron en condiciones controladas de 25 ±1 °C, 75% de
humedad, intensidad lumínica de 1500 lux, fotoperiodo de 16 h luz y 8 h de
oscuridad durante ocho semanas.
Tabla 1
Composición de
los medios de cultivo en cada tratamiento para la regeneración in vitro
de arnaucho
|
Tratamiento
|
MS (%)
|
AG3 (mg/L)
|
|
T1
|
50
|
0
|
|
T2
|
100
|
0
|
|
T3
|
50
|
0,25
|
|
T4
|
100
|
0,25
|
|
T5
|
50
|
0,5
|
|
T6
|
100
|
0,5
|
AG3 = ácido
giberélico
Diseño
experimental y análisis estadístico
El diseño
estadístico fue completamente al azar (DCA) con arreglo factorial, para evaluar
el efecto de la concentración de sales MS y del ácido giberélico. Cada
tratamiento presento 10 repeticiones, teniendo como unidad experimental cada
tubo de ensayo con un epicótilos con yema terminal. Se realizó la evaluación de
las variables: porcentaje de explantes con regeneración, altura de explantes,
número de nudos por explante, número de hojas por explante y porcentaje de
explantes con formación de raíces.
Los datos de
las variables evaluadas se colectaron transcurrida las ocho semanas del
establecimiento en los medios de regeneración in vitro. Los datos se
analizaron con el paquete estadístico Agricolae del programa R (versión 4.0.3),
mediante Análisis de Varianza (ANVA) y prueba de Tukey para la comparación de
medias (p ≤ 0,05).
El protocolo de desinfección empleado en el
establecimiento in vitro de semillas de arnaucho permitió obtener 0% de
contaminación y 91% germinación (Figura 1a). Resultados similares fueron
obtenidos por Argüelles et al. (2020), quienes utilizando la misma metodología
obtuvieron 0% de contaminación en semillas de paprika (Capsicum annuum
L.) cv. Papri King, En el caso de Hernández et al. (2020), tuvieron 0%
de contaminación en semillas de rocoto (Capsicum pubescens Ruiz
& Pav.) empleando el mismo protocolo, pero con modificaciones en la
concentración de hipoclorito de sodio (2%) y el tiempo de exposición a la
solución (15 minutos).
Figura 1. Plántulas de arnaucho
germinados en condiciones in vitro a las seis semanas de establecidos
(a). Plántulas de arnaucho regeneradas a partir epicótilos con yemas terminales
a las ocho semanas de establecidos (b).
Los explantes de epicótilos
con yema terminal de arnaucho regeneraron en plantas completas y
formaron raíces en condiciones in vitro (Figura 1b), en la primera
semana se logró apreciar la respuesta de crecimiento de hojas y a partir de la
segunda semana dio inicio a la formación de raíces.
En todos los tratamientos se obtuvo 100% de regeneración
de las plántulas y formación de raíces a partir de epicótilos
con yema terminal de arnaucho (Tabla 2). Estos resultados demuestras que
el arnaucho es una especie que presenta respuesta positiva en regeneración y
elongación en condiciones in vitro, y no respuesta recalcitrante como es
considerada las especies del género Capsicum (Ochoa-Alejo & Ramírez-Malagón,
2001). Pero es importante destacar que en cultivo de tejidos vegetales la
respuesta de cada explante y el éxito en la regeneración de órganos es
genotipo dependiente (Andrade et al., 2013).
Los resultados en la regeneración son similares a
los obtenidos por Izquierdo et al. (2017), quienes obtuvieron 100% de
supervivencia y regeneración a partir de explantes de segmentos nodales de chiltepín
(Capsicum annuum L.) cv. glabriusculum en medios de cultivo con sales
basales MS adicionadas con 3% de sacaros y también con tratamiento adicionando
con 6-bencilaminopurina (BAP). Gutierrez-Rosati & Vega (2016) lograron la
regeneración de plantas completas sin anorma-lidades a partir de epicótilos sin
cotiledones, epicótilos sin yema terminal y epicótilos sin cotiledones y yema
terminal en ají mirasol (Capsicum baccatum var. Pendulum), empleando
medio basal y vitaminas MS, sin adicionar regulares de crecimiento.
Tabla 2
Respuesta de
explantes de arnaucho a la regeneración in vitro
|
Tratamiento
|
Explantes
regenerados (%)
|
Explantes con
raíces (%)
|
|
T1
|
100 a
|
100 a
|
|
T2
|
100 a
|
100 a
|
|
T3
|
100 a
|
100 a
|
|
T4
|
100 a
|
100 a
|
|
T5
|
100 a
|
100 a
|
|
T6
|
100 a
|
100 a
|
Medias con
letras distintas difieren significativamente según prueba de Tukey (p ≤ 0,05).
Se formaron raíces en los explantes sin necesidad
de la adición de regulares de crecimiento (T1 y T2), evidenciando que el
genotipo en estudio no necesita de hormonas exógenas para dar inicio a
rizogénesis. Una característica de algunos genotipos de la familia Solanaceae,
es la capacidad de formar brotes, elongar, enraizar y regenerar plantas
completas con bajas concentraciones de nutrientes y sin regulares de
crecimiento (Rai et al., 2012; Srivastava et al., 2012).
Dentro de la familia Solanaceae se obtuvieron
buenos resultados en la formación de raíces sin adicionar auxinas en los medios
de cultivo en las especies de Solanum betaceum con 97% de plantas
enraizadas (Criollo et al., 2016), Solanum tuberosum L. ssp indígena (Araque
et al., 2018), Solanum lycopersicum var. Cerasiforme (Botero-Giraldo et
al., 2011), Solanum tuberosum var. Maria Reiche (Lopéz-Medina et al.,
2019), papa nativa de pulpa de color (Solanum tuberosum L.) (Lopéz-
Medina et al., 2020). Dentro del género Capsicum Gutierrez-Rosati &
Vega (2016), obtuvieron raíces en todos sus explantes en estudio a partir de
ají mirasol (Capsicum baccatum var. Pendulum), Izquierdo et al. (2017) formaron
raíces a partir de segmentos nodales de chiltepín (Capsicum annuum L.)
cv. Glabriusculum, en medios de cultivo sin hormonas adicionales, el número de
raíces y su longitud fue inferior a los que obtuvieron al adicionar Pectimorf
(10 mg/L).
La respuesta de los explantes no presentaron
interacción de los factores de concentración de sales MS y de ácido giberélico.
En el caso del factor de concentración de sales MS (50% y 100%) no se presentó significancia,
pero si evidencio significancia en el factor de concentración de ácido
giberélico. Mostrándose diferencias significativas para las variables de altura
de planta, numero de nudos y número de hojas (Tabla 3). Obteniéndose plántulas
de arnaucho con mayor altura, número de nudos y hojas adicionando 0,5 mg/L de
ácido giberélico.
Tabla 3
Variables
morfológicas evaluadas en el cultivo in vitro de epicótilos con yema
terminal de arnaucho
|
Tratamiento
|
Altura (cm)
|
Número de
nudos
|
Número de
hojas
|
|
T1
|
6,02 c
|
4,45 b
|
6,26 b
|
|
T2
|
6,07 c
|
4,57 b
|
6,24 b
|
|
T3
|
7,94 b
|
5,27 ab
|
6,93 b
|
|
T4
|
7,85 b
|
5,12 ab
|
7,02 b
|
|
T5
|
9,11 a
|
5,89 a
|
8,35 a
|
|
T6
|
9,03 a
|
5,82 a
|
8,22 a
|
Medias con
letras distintas difieren significativamente según prueba de Tukey (p ≤ 0,05).
La respuesta positiva de los explantee al
adicionar ácido giberélico en los medios de cultivo, está relacionado a la
propiedad del regulador de crecimiento en la estimulación de elongación de
tallos y el crecimiento de hojas, proceso que permite un crecimiento y
desarrollo mayor en las plantas (Ortega-Martínez et al., 2013).
Izquierdo et al. (2017) obtuvieron plántulas de
chiltepín (Capsicum annuum L.) cv. Glabriusculum con 7,66 cm de altura a
partir de segmentos nodales en medio MS, y también obtuvo plántulas de 7,05 cm
de altura adicionando 10 mg/L de Pectimorf al medio de cultivo.
Se logró obtener plántulas completas mediante la
regeneración in vitro de arnaucho (Capsicum chinense Jacq.) a
partir de yemas apicales, en medio de cultivo MS sin la necesidad adicionar
reguladores de crecimiento y también con la adición de ácido giberélico, pero
con este último logrando obtener plántulas con mayor tamaño, número de hojas y
número de nudos.
Se recomienda continuar con la fase de
multiplicación, enraizamiento y aclimatación para establecer un protocolo de
micropropagación de esta especie; también realizar estudios de organogénesis
con otras estructuras de la planta o embriogénesis somática para obtener un
mayor número de individuos por explante.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Aliaga,
J. 2019. Caracterización y sostenibilidad del ají supano (Capsicum chinense
jacq.) En la cuenca baja del río supe, Lima. Tesis de doctorado, Universidad
Nacional Agraria La Molina, Lima, Perú.
Aliaga,
J., Portalatino, E., Obregón, K., Rodríguez, A., & Jiménez, J. 2020. Presencia
del “ají nativo supano” (Capsicum chinense Jacq.) en el valle de Supe,
Perú. Peruvian Agricultural Research, 1(2), 58-63.
Aliaga,
J., & Vega, E. 2018. Variabilidad intragenotípica de Capsicum chinense Jacq.
“ají Supano” provenientes de la cuenca baja del río Supe-Barranca. Aporte
Santiaguino, 11(2), 251-262.
Aliaga,
J., Vega, E., Jiménez, J., & Rodríguez, A. 2018. Nivel de ploidía del ají
Supano (Capsicum chinense Jacq.) provenientes de la cuenca baja del río
Supe. Infinitum, 8(2), 121-125.
Andrade, D.,
Córdoba, M., Criollo, H., & Lagos, T. 2013. Evaluación de medios de cultivo
para propagación in vitro de semillas y explantes de especies silvestres de
Solanum. Acta Agronómica, 62(1), 27-36.
Araque, E.,
Bohórquez, M., Pacheco, J., Correa, L., Urquijo, J., Castañeda, S., &
Pacheco, J. 2018.Propagación y tuberización in vitro de dos variedades de papa.
Ciencia en Desarrollo, 9(1), 21-31.
Argüelles, A.,
Hernández, A., Cortez, A., & Díaz, H. 2020. Callogénesis in vitro de
paprika (Capsicum annuum L.) cv. Papri King a partir de tallos. Big
bang faustiniano, 9(1), 4-7.
Bonilla,
M. 2015. Conservación in vitro: una perspectiva para el manejo de los recursos
fitogenéticos. Revista De Investigación Agraria Y Ambiental, 6(1),
67-82.
Botero-Giraldo,
C., Restrepo-Osorio, C., & Urrea-Trujillo, A. 2011. Respuesta de tres
genotipos de tomate al cultivo in vitro y asilamiento de protoplastos. Actualidades
Biológicas, 33(94), 35-49.
Criollo, H., Insuasti,
K., & Delgado, W. 2016. Regeneración in vitro de plántulas de tomate de
árbol [Solanum betaceum (Cav.) Sendt.]. Revista Colombiana de
Ciencias Hortícolas, 10(2), 252-261.
Díaz,
H., Honorio, Z., Hernández, A., Durand, M., Gózalo, A., & Domínguez, G.
2020. Identificación de especies frutícolas nativas con potencialidad
productiva en peligro de extinción en la provincia de Huaura. Aporte
Santiaguino, 13(2), 78-91.
Gutiérrez,
A., Santacruz, F., Cabrera, J., & Rodríguez, B. 2003. Mejoramiento genético
vegetal in vitro. E-Gnosis, 1(4), 1-19.
Gutierrez-Rosati,
A., & Vega, B. 2016. Micropropagacion in vitro de “ají mirasol”, Capsicum
Baccatum var. Pendulum. The Biologist, 15(1),
171-181.
Hernández,
A., Argüelles, A., Cortez, A., & Díaz, H. 2020. Efecto
de la concentración de 2,4-diclorofenoxiacético en la inducción de callos in
vitro utilizando cotiledones de rocoto (Capsicum pubescens Ruiz &
Pav.). The Biologist, 17(2), 327-334.
Hernández, A.,
Pineda, A., & Díaz, H. 2019. Efecto de la luz y del ácido giberélico en la
germinación in vitro de Capsicum annuum L. cv. ‘Papri King’. Biotecnología
Vegetal, 19(3), 165-170.
Ibiza,
V., Joaquín, J., & Nuez, F. 2012. Taxonomy and
genetic diversity of domesticated Capsicum species in the Andean region. Genetic
Resources and Crop Evolution, 59(6), 1077-1088.
Izquierdo, H.,
Alcaraz, L., & Rodríguez-Álvarez, M. 2017. Micropropagación de chiltepín (Capsicum
annuum L. cv. ‘glabriusculum’) mediante el empleo de una oligosacarina de
origen péctico. Acta Universitaria, 27(5), 34-43.
López,
S.; López, A., Gil, A.; Mostacero, J.; De La Cruz, A.; & Villena, L. 2020.
Morfometría de frutos y semillas del “ají mochero” Capsicum chinense Jacq. Ciencia
y Tecnología Agropecuaria, 21(3), e1598.
López-Medina,
E., Mostacero-León, J., Gil-Rivero, A., López-Zavaleta, A. & De La
Cruz-Castillo, A. 2019. Efecto del ácido giberélico y del ácido indolacético en
la micropropagación in vitro de Solanum tuberosum var. Maria Reiche. Rebiol,
39(1), 1-9.
López-Medina,
E., Mostacero-León, J., Gil-Rivero, A., López-Zavaleta, A., De La
Cruz-Castillo, A., & Villena, L. 2020. Efecto sinérgico del Ácido
giberélico y del Ácido indolacético en la propagación in vitro de Solanum
tuberosum L. ‘‘papa nativa de pulpa de color”. Rebiol, 39(2),
49-57.
Meckelmann,
S., Riegel, D., van Zonneveld, M., Ríos, L., Peña, K., Ugas, R., Quinonez, L., Mueller-Seitz,
E., & Petz, M. 2013. Compositional
Characterization of Native Peruvian Chili Peppers (Capsicum spp.). Journal
of Agricultural and Food Chemistry, 61(10), 2530–2537.
Murashige,
T., & Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with
tobacco tissue culture. Physiology Plant., 15, 473-497.
Ochoa-Alejo,
N., & Ramírez-Malagón, R. 2001. In vitro chilli pepper Biotechnology. In
Vitro Cellular & Developmental Biology Plant,
37(6), 701-729.
Ortega-Martínez,
L., Ocampo, J., Martínez, C., Pérez, A., & Sánchez, J. 2013. Efecto de las
giberelinas sobre el crecimiento y calidad de plántulas de tomate. Revista
de Ciencias Biológicas y de la Salud, 15(3), 56-60.
Rai,
R.; Diengdoh, L., Srivastava, A., & Bag, T. 2012. Efficiency
of different nodal segments for potato micropropagation. Environment and Ecology,
30(3), 594-597.
Rodríguez,
W., Celis, A., Carvalho, R., Ferreira, R., & Peron, A. 2015. Caracterização
cariotípica de acessos de Capsicum sp. Acta Scientiarum Agronomy,
37(2),147-153.
Srivastava,
A., Diengdoh, L., Rai, R., Bag, T., & Singh, B. 2012. In vitro micropropagation and micro-tuberization potential of
selected potato varieties. Indian Journal of Hill Farming,
25(2), 14-17.