Liberación
de comunidades microbianas encapsuladas, a diferentes pH y temperaturas, en un
sistema de suelo de café
Release of
encapsulated microbial communities at different pH and temperatures in a system
of soil of coffee
Roberto Carlos
Cosme De la Cruz1; Ruth Noemí López Montañez1; Reyna
Esther Rea Zenozain1;
Luis Antonio Llanco
Albornoz2; Melissa Rabanal Atalaya3*
1 Instituto
Nacional de Innovación Agraria, Av. La Molina 1981, Lima, Perú.
2 Universidad
Peruana Cayetano Heredia, Av. Honorio Delgado 430, San Martín de Porres, Lima, Perú.
3 Universidad
Nacional Mayor de San Marcos, Av. Carlos
Germán Amezaga 375, Cercado de Lima, Lima, Perú.
* Autor corresponsal: mrabanala@unmsm.edu.pe (M. Rabanal).
ORCID
de los autores:
R.
C. Cosme De la Cruz: https://orcid.org/0000-0002-5774-9325 R. N. López
Montañez: https://orcid.org/0000-0002-9976-6019
R.
E. Rea Zenonain: https://orcid.org/0000-0002-6596-3700 L. A. Llanco
Albornoz: https://orcid.org/0000-0003-2175-9406
M.
Rabanal Atalaya: https://orcid.org/0000-0001-9950-8872
RESUMEN
Palabras clave: Alginato de
sodio; quitosano; encapsulamiento; microbioma; café.
ABSTRACT
The
encapsulation of organisms in polymers is important in order to preserve and
release cells viable, protecting them from stress environmental in order to
ensure the nutrition of the plant and the health of the soil health and thus
increase the yields in the crops of the coffee. In the present study, different
concentrations of alginate of sodium and chitosan were prepared to encapsulate
a consortium of microorganisms until reaching the optimal formulation, whose
characterization was carried out by Fourier Transform Infrared and Scanning
Electron Microscopy. The capacity of absorption and release of microorganisms
in liquid aqueous, in soil saline, and in a soil of coffee was evaluated and
the survival of the microbiome encapsulated during one month. The results show
that the blend of biopolymers used is stable at different values of pH and
temperatures, highlighting at pH 5 at 30 °C, whose release prolonged of the
microbiome was 26% (6.5 106 CFU mL-1) in an agricultural
soil. The study of kinetic of the microbiome encapsulated in soil of
coffee clearly evidences a gradual release of the microbiome up to 72 hours and
its survival of the microbiome encapsulated after keeping one month at
room temperature was reduced in 8%.
Keywords: Alginate of
sodium; chitosan; encapsulation; microbiome; coffee.
Recibido: 14-07-2025.
Aceptado: 4-12-2025.
INTRODUCCIÓN
Es importante comprender los mecanismos del
proceso de interacción entre las plantas y los microorganismos, los cuales
contribuyen significa-tivamente en la productividad de los cultivos
agronómicos; sin embargo, las comunidades microbianas colocadas en las plantas
son inestables y cambian dependiendo de factores como el pH, la temperatura, la
salinidad, y la concentración de sustancias tóxicas y de las condiciones medio-ambientes,
los cuales pueden afectar significa-tivamente la supervivencia y la eficacia de
estos microorganismos introducidos (Chamard et
al., 2024; Netherway et al., 2024; Philippot et al., 2024). Para
solucionar estos inconvenientes, se ha probado como proceso la encapsulación de
los microorganismos, el cuál es un método de empaquetamiento de sustancias
químicas y biológicas formada por partículas con una mem-brana polimérica
(Riseh et al., 2021; Zveushe et al., 2025). La microencapsulación es una tecnología
para encapsular sustancias capaces de liberarlas a velocidades controladas bajo
ciertas condiciones y para proteger a los microrganismos en el suelo (Cáceres et al., 2025; Zveushe et al., 2025).
Entre los biopolímeros
naturales más utilizados para la microencapsulación se encuentran los
polisacáridos como la quitina, el alginato de sodio, el almidón y la celulosa,
que se caracterizan por presentar propiedades únicas y son respetuosos con el
medio ambiente (Da Silva Simões et al., 2025; Duraimurugan et al., 2024; Matei et al., 2022). Químicamente, estos polímeros
consisten en unidades de monosacáridos unidas por enlaces glucosídicos, pero
sus diversos grupos funcionales y cargas confieren de su versatilidad. Su
utilización para la agricultura ofrece ventajas notables, incluyendo mayor
biodegradabilidad, no toxicidad y amplia disponibilidad (Cáceres et al., 2025; Lewicka
et al., 2024).
Uno de ellos es el alginato, biopolímero
soluble en agua, sin ramificaciones, cuya cadena principal consta de dos
unidades monoméricas, el ácido β-D-mannurónico (M) and el ácido
α-L-gulurónico (G) distribuidos aleatoriamente en la cadena y con enlaces
glucosídicos 1→4. Son posibles tres formas
distintas de la estructura molecular: MM, GG y MG (Ahmad et al, 2024). Los bloques G pueden
formar reticulación con la presencia de cationes divalentes que conducen a la
formación de gel de alginato (Cáceres
et al., 2025; Thị-Thanh-Trúc et al., 2025; El Hariri et al., 2022).
Esta característica de gelificación hace que el alginato sea ampliamente
aplicable en la encapsulación de alimentos o productos farmacéuticos, cuyas
propiedades de las perlas están influenciadas por el peso molecular y por la
proporción de las unidades monoméricas del biopolímero (Ureña et al., 2024).
El alginato, a veces se mezcla con el quitosano para
formar un gel ionotrópico, de forma esferoide y de tamaño en el orden de um a
mm. El
quitosano es un polisacárido catiónico producido por la desaceti-lación de la
quitina, formado por unidades de D-glucosamina y N-acetil-D-glucosamina unidas
por enlaces β-(1→4). El quitosano y el alginato son
polielectrolitos, que tras juntarse forman un complejo polielectrolítico.
Cuando el quitosano se mezcla físicamente con alginato reticulado por iones de
calcio, forman un hidrogel de red interpenetrante con la capacidad de
hincharse, favoreciendo así la liberación del químico (Sharif et
al., 2025).
El uso de formulaciones de
quitosano en la agri-cultura es diverso y abarca la protección de las plantas
contra microorganismos, la estimulación del crecimiento vegetal, la liberación
controlada de agroquímicos, el control de plagas y las aplicacio-nes poscosecha.
Debido a su papel multifuncional en las plantas, el quitosano se reconoce cada
vez más como un componente valioso de las matrices poliméricas para la
agricultura sostenible.
Los polisacáridos, quitosano y alginato, han
sido utilizado ampliamente como posibles materiales portadores en la
encapsulación microbiana debido a numerosas ventajas tales como ser no tóxicos,
biocompatibles, biodegradables, abundantes y sostenibles, además presentan una
estructura capsular más estable y con más capacidad de carga comparado a los
mismos polisacáridos utilizados individualmente (Duraimurugan et al., 2024;
Beula, 2024).
El objetivo del presente de investigación fue
desarrollar una matriz biodegradable basado en alginato de sodio y quitosano
para la micro-encapsulación de un consorcio microbiano con la finalidad de
mejorar la producción del café del Perú. Por lo que se han realizado estudios
sobre la cinética de liberación del consorcio microbiano en la
microencapsulación, así como se ha realizado un estudio en la optimización de
la liberación controlada de los microbiomas bajo diferentes condiciones de
suelo del café tales como el pH y temperatura, y finalmente se ha evaluado la
estabilidad de las perlas durante un mes a temperatura ambiente y bajo
sombra.
El desarrollo del
material encapsula fue llevado a cabo en el Laboratorio de Investigación y
desarrollo de Química orgánica de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos y
los ensayos de cuantificación y liberación de microorganismos en diferentes
condiciones del suelo del café, el cual presentaba un pH 9 y textura franga,
fueron llevados a cabo en el Instituto Nacional de Innovación Agraria (INIA), distrito
de La Molina, departamento de Lima, Perú. Localizado a 12° 4’ 36,03’’ S y 76°
56’ 42,857’’ O con una altitud de 112 m.s.n.m.
Se utilizaron los siguientes equipos:
Espectrofo-tómetro infrarrojo con Transformada de Fourier (Thermo scientific,
modelo Nicolet IS10), UV-VIS (Thermo scientific, modelo Helios 9423 UVG 1000A), Microscopía
electrónica de barrido (INSPECT, modelo S50), estufas (Thelco Precision
Scientific, modelo 26), ultracentrífuga (Labwe, modelo BT20R), agitadores (IKA,
modelo RCT basic) y pH metro (Oakion, modelo PH/CON 510).
Caracterización
de las matrices poliméricas
Las matrices poliméricas se trabajaron con
los polisacáridos alginato de sodio y quitosano, cuya caracterización química
se realizó a través de su peso molecular por viscosimetría, la cual se basa en
la obtención de la viscosidad intrínseca, que está relacionada con la masa
molecular. Se analizaron por Espectroscopía infrarrojo con Transformada de
Fourier, de este último se determinó la proporción de los ácidos manurónicos y
ácidos gulurónicos del alginato de sodio, mientras que al quitosano se
determinó el grado de desacetilación por los métodos FT-IR, UV-visible primera
derivada y por titulación conductimétrica.
Preparación de matrices
poliméricas para la microencapsulación
Las dos primeras matrices se prepararon de
la siguiente manera: 20 mg/ml del alginato de sodio se agregó una solución de
quitosano al 1% de 200 mPa.s por goteo (Q200) y a la segunda una solución de
quitosano al 1% de 400 mPa.s (Q400). Luego, ambas soluciones independientemente
se agregaron a una solución de CaCl2 al 0,5%. Las perlas fueron
secadas presentado un diámetro de 2 mm.
Para la tercera y cuarta forma se preparó
usando una solución de 0,25 g de alginato de sodio de 800 mPa.s en 10 ml de CH3COOH
al 1%, luego se agregó a 15 ml de caldo de cerebro corazón (37 g/l) y 1 ml de
quitosano de 400 mPa.s. Esta mezcla se trabajó de dos maneras: la primera parte
fraccionada se añadió por goteo a una solución de CaCl2 a 0,2 M y se
dejó en agitación durante 30 minutos. Se lavó con agua destilada, se secó en la
estufa a 40 °C y se midió su diámetro con un vernier presentando 5 mm (M1). La
segunda parte fraccionada, se dejó reposar para eliminar las burbujas y
seguidamente se agregó a una solución CaCl2 a 0,2 M y se dejó en
agitación durante 30 minutos. Se lavó con agua destilada, y se dejó en 1 ml de
caldo de cerebro corazón durante 15 horas. Se volvió a lavar con agua
destilada, se secó en la estufa a 40 °C durante 15 minutos y se midió su tamaño
de 5 mm de diámetro (M2).
Formulación óptima de la
matriz polimérica para la encapsulación del microbioma
La matriz polimérica óptima se preparó disol-viendo
0,2 g de alginato de sodio de 200 mPa.s en 10 ml de ácido acético al 1% y se
agregó 0,1 g de alginato de 800 mPa.s, se añadió gota a gota 1 ml de 0,005 g/ml
de quitosano y se goteó en 50 ml de CaCl2 al 0,2% durante 40 min, se
lavaron dos veces con agua destilada y se liofilizaron.
Reproducción y encapsulación
de microorga-nismos
Una cepa bacteriana aislada de la rizosfera
de la planta del café se cultivó en caldo de tioglicolato, infusión de cerebro
de corazón y R2H, cuyo consorcio microbiano se traspasó en medios de cultivo de
agar nutritivo y agar Hugh Leifson. Para lo cual, se realizó previamente
diluciones seriadas hasta 10-5 en solución salina al 0,85% a partir
de los caldos inoculados. Todas las diluciones fueron sembradas en los agares
antes mencionados mediante la técnica de difusión. Los medios fueron incubados
a 28 °C por toda la noche. Posterior-mente, se realizó la purificación de las
cepas bacterinas.
Después de
establecer la curva de crecimiento de la cepa, el inóculo a encapsular se
propagó mezclando 1 ml de microorganismos cultivados en 250 ml de caldo de
infusión de cerebro de corazón y se inoculo a la temperatura de 28 °C en la
noche, se centrifugó a 4500 rpm durante 15 min y el pellet bacteriano obtenido
se lavó con 20 ml de solución salina al 0,85% y se resuspendió en 50 ml de
solución salina estéril tampón de 0,02 M a un pH 7,3 hasta obtener un D.O. 1,2
(600 nm).
La
encapsulación de los microorganismos se realizó sumergiendo las perlas en 10 ml
del inoculo bacteriano suspendido en solución buffer salino 0,02 M durante 2
horas, se lavaron dos veces con agua destilada estéril para retirar restos de
células microbianas y en 10 mL de solución salina tamponada (Trabelsi et al.,
2013).
Estudio
cinético de la liberación microbiana
Para
evaluar la cinética de liberación de los microorganismos encapsulados a nivel in
vitro, se tomó una muestra por hora durante 6 horas y se midió la lectura
en el espectrofotómetro a 600 nm. La data fue correlacionada con el valor de
Unidades Formadoras de Colonia (UFC mL-1) usando la fórmula obtenida
de la curva de crecimiento.
Liberación
de la población microbiana encap-sulada mantenida a diferentes valores de pH y
temperaturas in vitro
Para
evaluar la liberación de los microorganismos encapsulados (D.O. 1,8) en
diferentes valores de pH y temperaturas, se pesó 0,05 g de perlas y se
colocaron en 5 ml de solución ácido acético al 1% a los pHs de 4, 5, 6 y 7 y
cada uno a las temperaturas de 20, 25 y 30 °C. Se realizó la toma de muestra al
cuarto día y se midió la lectura en el espectro-fotómetro a 600 nm y se realizó
el recuento de células en las placas. El sistema se realizó utilizando agua
destilada y agua conteniendo sales presentes en un suelo agrícola del café.
Liberación
del microbioma encapsulado en un sistema de suelo del café
Se colocó
1 g de perla con el microbioma encapsulado (D.O. 1,8 Abs.) en 100 g de suelo
agrícola del café. El sistema se colocó en un recipiente de 300 cm3
de capacidad durante 3 días a temperatura ambiente realizándose riegos
consecutivos con 20 ml de agua destilada una vez al día. Se tomó una muestra de
suelo cada 24 horas disolviéndose en 50 ml de una solución tampón fosfato
salino con agitación constante a 150 rpm durante 30 minutos. Se calculó las UFC
mL-1 mediante la técnica de recuento celular en placa.
Sobrevivencia del
microbioma encapsulado
Las perlas con el microbioma encapsulado se
mantuvieron durante un mes (D.O. 1,8) a tempe-ratura ambiente y bajo sombra. Se
pesaron 0,05 g de perlas y se disolvieron en 10 mL de la solución
Tripolifosfato de sodio en agitación constante durante toda la noche y se
calculó las UFC mL-1 mediante la técnica de recuento celular en
placa.
Espectroscopía Infrarrojo
con transformada de Fourier (FT-IR)
Los espectros de los polisacáridos de
quitosano y alginato de sodio, así como las microperlas Q200 y las perlas de la
matriz óptima con y sin el microbioma se realizaron a una velocidad de barrido
de 120 barridos por minuto en el rango de longitud de onda de 4000-500 cm-1
con una resolución de 4 cm-1 en forma de pastillas de KBr.
Microscopía electrónica de
barrido (SEM)
Se evaluó la superficie y la morfología de
los polisacáridos alginato de sodio y quitosano, así como también la matriz
polimérica Q200 y la matriz óptima con el microbioma y luego de la liberación
de los microorganismos en la tierra, siendo estos dos últimos secados en una
estufa a 37 °C durante 24 horas previo al análisis.
Las comunidades microbianas en
los suelos conducen entre 80 y 90% de los procesos biológicos desarrollados en
el suelo, debido a sus múltiples nichos ecológicos, entre los que destacan la
mitigación de alteraciones exógenas, promoción de crecimiento vegetal,
actividad de biocontrol, ciclaje de nutrientes, producción de biomasa vegetal,
estructura y fertilidad del suelo, la degradación de compuestos tóxicos, entre
otros;
sin embargo su rol se ve fuertemente afectado por las condiciones climáticas,
modificaciones del suelo a nivel físico, químico y biológico, por ejemplo
temperatura, humedad, salinidad, aireación, estados de oxido-reducción, pH,
entre otros. De esta manera, el desequilibrio en las
comunidades microbianas del suelo desencadena procesos de degradación biológica
y esto lleva a una reducción del rendimiento y calidad de los cultivos (Cruz-Cárdenas
et al., 2021).
Por esta razón, la preparación de inóculos
microbianos encapsulados por polímeros como el alginato y/o el quitosano se
presentan como una alternativa ecológica, dichos polímeros fueron utilizados en
el presente trabajo de investigación con la finalidad de incrementar el
rendimiento en la producción de la agricultura del café.
Las matrices de polisacáridos, alginato de
sodio y quitosano fueron caracterizadas por FT-IR tal como se muestra en la
Figura 1 y 2. El quitosano tiene un pico ancho e intenso de absorción atribuido
al grupo O-H y a las vibraciones de estiramiento del enlace N-H en 3444 cm-1,
a 2935 cm-1 se detecta el estiramiento
del grupo C-H y una banda a 1636 cm-1 que corresponde al
grupo C=O de la amida secundaria. La señal 1420 cm-1 es asociada con
las vibraciones de enlace CH2-CH
y CH-OH, a 1086 cm-1 y 1042 cm-1, presenta
vibraciones de C-O y C-N, respectivamente (Bentancur et al., 2025; Tavares et
al., 2020; Klein et al., 2016) y a 902 cm-1 muestra la tensión C-H
de grupos anoméricos (Rodríguez et al., 2010).
El FT-IR del alginato de sodio muestran
muchas bandas observadas entre 800 cm-1 a 1800 cm-1, las
cuales están directamente relacionadas con el contenido del residuo del ácido
manurónico y del ácido gulurónico del alginato de sodio. En la región de la
huella digital, los residuos de ácidos manurónico se encuentran en bandas
cercanas a 822 cm-1 y 893 cm-1 (Chandia et al., 2001), y
a 808 cm-1 (Mollah et al., 2023), mientras que los residuos de ácido
gulurónico absorben en las bandas de 780 cm-1, 813 cm-1,
903 cm-1, 947 cm-1 y sus uniones α(1→4)
corresponde a 946 cm-1 (Mollah et al., 2023).
El alginato de sodio presenta una banda
amplia debido a los enlaces de los grupos O-H y N-H en 3424 cm-1,
dos bandas típicas del alginato a 1612 cm-1 y 1416 cm-1
características del estiramiento asimétrico y simétrico de los grupos COO-
(Gómez et al., 2018), tres señales a 1125 cm-1, 1036 cm-1
y 894 cm-1 correspondientes al enlace C-O-C (Gómez et al., 2018) y
la señal en 1036 cm-1 provenientes de un estiramiento O-H. Mollah
et al. (2023) reporta que la señal 1080 cm-1 que en nuestro caso se
encuentra desplazada a 1095 cm-1 está relacionada con los cambios en
la vibración en las proporciones M/G, además esta absorbancia se debe a las
vibraciones de estiramiento del anillo de 6 miembros C-O-C de ambos residuos
del ácido manurónico y del ácido gulurónico. Finalmente, dicha figura muestra picos
de absorción presentes en 1416 cm-1 y 1612 cm-1, las
cuales son usadas para estimar la proporción de los residuos M y G,
respectivamente.
También se ha caracterizado las perlas con
el método Q200 (Figura 3), el cual presenta una banda muy ancha en 3442 cm-1
debido a los puentes de hidrógeno asociado a los grupos O-H y N-H entre el
alginato y el quitosano. Se evidencia un pico pequeño en 1320 cm-1
evidenciando el grupo -NH2 de la amida III, así como sus vibraciones
de su estructura piranósica en 1084 cm-1 y 1033 cm-1. El
alginato de sodio muestra los picos característicos en 1634 cm-1 y
1428 cm-1 para los residuos G y M, respectivamente, así como su
unión α(1→4) en 953 cm-1.
Adicionalmente, se realizaron análisis para
determinar el peso molecular y la viscosidad intrínseca del alginato de sodio,
el cual fue de 630 KDa y 846 mPa.s, respectivamente y de su espectro IR, se
obtuvo una relación M/G de 0,73; mientras, que el quitosano presentó un peso
molecular de 781 KDa con un grado de desacetilación de 83% en promedio por los
métodos de FT-IR, UV-visible primera derivada y por titulación conductimétrica.
Figura
1.
Espectro FT-IR del quitosano de 200 mPa.s
Figura
2.
Espectro FT-IR del alginato de sodio.
Figura
3.
Espectro FT-IR de las perlas obtenidas con el método Q200.
Por Microscopía Electrónica
de Barrido (SEM)
Los análisis por SEM son utilizados para
darnos idea de la homogeneidad y de la microestructura de la muestra. Se
analizaron las perlas obtenidas por los métodos Q200 y M1 con y sin
liofilización mostrados en las Figuras 4 y 5. Esto se realizó con la finalidad
de evaluar la generación de los poros tras la liofilización, lo cual favorece
el ingreso del material biológico cuando las perlas son sumergidas en los
microbomas. Las perlas húmedas obtenidas por el método Q200 muestran una
superficie rugosa, mientras que las mismas perlas liofilizadas se acentuaron
los poros y especialmente en las perlas obtenidas por el método M1, que también
se puede apreciar paredes constituidas por placas, lo cual indicaría la
presencia de un entrecruzamiento polimérico.
Los estudios de cinética de la liberación
microbiana de los cuatro tipos de perlas con
1,16 E+10 UFC mL-1 son mostrados en la Figura 6. Las perlas
fueron preparadas variando concentraciones de alginato de sodio y quitosano, ya
que hay una gran cantidad de reportes previos que los escogen (Da Silva Simões et al., 2025; Cong
et al., 2022; Nair et al., 2020).
La cinética, después de cuatro horas de
evaluación, muestra que la perla preparada con el método M2, preparado con un
alginato de sodio de alto peso molecular de 800 mPa.s libero gran cantidad de
población microbiana de manera intensa correspondiente con un D.O. 0,296 y, por
ende, mostrando poca interacción con el microbioma.
Figura
4.
Imagen SEM de la perla obtenida por el método Q200 sin liofilizar (izquierda) y
liofilizado (derecha).
Figura
5.
Imagen SEM de la perla obtenida por el método M1, sin liofilizar (izquierda) y
liofilizado (derecha).
Figura
6.
Cinética de la liberación de la población microbiana en los cuatro tipos de
perlas.
Por otro lado, las perlas obtenidas con el
método Q200 utilizaron en su preparación, un alginato de sodio de bajo peso
molecular de 200 mPa.s, cuya cinética evidencia una fuerte interacción con el
microbioma obteniéndose un D.O. 0,079, casi no permitiendo su liberación, razón
por la cual se preparó una formulación final con una mezcla de ambos pesos
moleculares del alginato de sodio, utilizando la de 800 mPa.s en mayor
proporción que la 200 mPa.s, con la finalidad de obtener un peso molecular
intermedio entre ambos y de esta manera, poder controlar la liberación del
microbioma. La Figura 7 muestra la imagen SEM de las perlas obtenidas por el
método Q200 con microbioma, la cual muestra una superficie arrugada y lisa sin
ninguna porosidad y el SEM de las perlas obtenidas sin el microbioma, muestra
presencia de escamas de alginato de calcio.
Ensayos de liberación de la
población micro-biana encapsulados a diferentes valores de pH y temperaturas a
nivel in vitro
Como se explicó anteriormente, el uso del
alginato de alto peso molecular les confiere a las perlas una buena
estabilidad, pero las interacciones con el microbioma son bastante fuertes y no
permite la liberación del mismo. Es por ello, en la formulación óptima tuvimos
que hacer una mezcla de alginato de alto peso molecular con una pequeña
proporción de alginato de bajo peso molecular. La Figura 8 muestra el Espectro
FT-IR de las perlas obtenidos en la formulación óptima y con el microbioma. El espectro
con el microbioma muestra desplazamientos a números de onda un poco más bajos
debido a las interacciones de los polisacáridos con el microbioma, el cual le
resta densidad electrónica.
Figura
7.
Imagen SEM Q200 incorporadas con microorganismo (izquierda) y liberación de
microorganismos en la tierra (derecha).
Figura
8.
Espectro FT-IR de las perlas obtenidos en la formulación óptima (superior) y
con el microbioma (inferior).
Tabla
1
Valores de
liberación del microbioma encapsulado en un sistema de agua al cuarto día
|
pH
|
Valores de
densidad óptica (D.O.)
|
Valores de
UFC ml-1
|
|
20 °C
|
25 °C
|
30 °C
|
20 °C
|
25 °C
|
30 °C
|
|
4
|
0,151
|
0,405
|
0,22
|
1,44x106
|
6,60x106
|
2,72x106
|
|
5
|
0,201
|
0,465
|
0,341
|
1,43x106
|
1,50x107
|
2,34x106
|
|
6
|
0,189
|
0,293
|
0,347
|
1,05x106
|
9,09x105
|
2,26x106
|
|
7
|
0,179
|
0,394
|
0,365
|
1,65x106
|
2,65x106
|
3,36x106
|
La banda a 3426 cm-1 corresponde
a las interacciones O-H y N-H, cuya banda se muestra mucho más ancha, debido a
la interacción de los polisacáridos alginato de sodio y quitosano con el
microbioma, que el obtenido sin el microbioma. De la misma manera ocurre con la
banda 1036 cm-1, señal que corresponde a los grupos O-H. También se
pueden apreciar los dos picos características del alginato en 1629 cm-1
(G) y 1419 cm-1 (M), obteniendo una proporción M/G de 0,95.
Se estudio también la liberación microbiana
encapsuladas realizada con el método óptimo, primero usando un sistema con agua
destilada a diferentes valores de pHs de 4, 5, 6 y 7 y a las temperaturas de
20, 25 y 30 °C, tal como se muestra en la Tabla 1. Los resultados muestran que
en todos los valores de pH y temperatura hubo liberación de la población
microbiana encapsulada, siendo los valores más altos de liberación de células
microbianas a las temperaturas de 25 °C a pH 4 con una D.O. de 0,405 y 6,60 x 106
UFC mL-1 y a pH 5, siendo su D.O. de 0,465 y 1,50 x 107
UFC mL-1, teniendo este último al 30% de la población microbiana
liberada.
Las perlas óptimas también se probaron con
un sistema utilizando agua salina presentes en un suelo agrícola a los valores
de pH de 4 a 7 y a las temperaturas de 20, 25 y 30 °C, con la finalidad de
simular un suelo agrícola del café mostrados en la Tabla 2. Los resultados
muestran que en todos los casos hubo una liberación de la población microbiana
menor comparada al sistema anterior, resaltando las temperaturas de 25 y 30 °C.
A 25 °C, los valores de D.O. y UFC mL-1
son a pH 4 de (0,152 y 1,6 x 106), a pH 5 de (0,167 y 2,1 x 106)
y a pH 6 de (0,200 y 4,0 x 106), respectivamente; mientras que, a 30
°C, el valor más alto D.O. se obtuvo a un pH 5 con un valor de 0,268 y las UFC
mL-1 de 6,5 x 106. El valor más alto de liberación de la
población microbiana bajo el sistema de agua salina fue a un pH 5 a 30 °C,
cuyos valores corresponden a un 26% de la población microbiana previamente
encapsulada.
Dichos resultados difieren de
los presentados por Zhao & Wang
(2025), quienes muestran que tras evaluar suelos a diferentes condiciones tales
como el pH desde 5 a 8 y a las temperaturas desde 20 a 40 °C, los microbios
encapsulados alcanzaron una degradación máxima con el 83,46%
de atrazina a un pH 8, mientras que la mayor degradación de nicosulfurón a un pH
7 fue del 65,28%; sin embargo, la temperatura óptima es similar a nuestros
resultados, alcanzando sus máximos valores de degradación a los 35 °C. Cabe
señalar, que es importante conocer la temperatura óptima, ya que podría
favorecer la reproducción y el crecimiento microbianos, mejorando así el
proceso de degradación. Zveushe et al. (2025),
realizaron un estudio sobre suelos contaminados con Cr(VI) mediante microbios,
hongos y bacterias usando capsulas de alginato de sodio a pHs entre 5 a 7.
Luego de 70 días de evaluar la reducción del cromo y la estabilización del
proceso, los resultados muestran que los microbios tuvieron buenos resultados
comparados con los tratados con hongos y bacterias, reduciendo
significativamente el pH, la conductividad eléctrica y el potencial redox del suelo , al tiempo
que aumentaron la actividad de las enzimas del suelo; sin
embargo, advierten que la eficacia microbiana puede verse inhibida por las
altas concentraciones de contaminantes.
Ensayo de liberación del
microbioma encapsu-lado bajo el sistema de suelo agrícola
Los resultados del ensayo de la cinética de
liberación del microbioma encapsulado bajo el sistema de suelo agrícola a pH 9
y a temperatura ambiental se muestran en la Figura 9, el cual muestra que una
liberación de células de manera continua, obteniendo valores de UFC mL-1
de 5,38 x 105 a las 24 horas, 2,3 x 108 a las 48 horas y
7,24 x 1010 a las 72 horas, correspondiendo este último al 32% de la
población microbiana previamente encapsulada.
Figura 9. Cinética de
liberación de la población microbiana en el sistema de suelo agrícola.
La cinética de liberación de
microbios encapsu-lados usando las cepas Stenotrophomonas sp. MY01, Rhizobium sp. GL01 y Bacillus
sp. YB01 mostraron que al séptimo día
obtuvieron las tasas más altas de degradación del 82,62% para la atrazina y del 65,28% para
el nicosulfurón (Zhao & Wang, 2025);
mientras que Chávez-Falcón
et al. (2022) reportan que tras
encapsular microbios mediante gelificación iónica utilizando agavinas, proteína
de suero y alginato mostraron que la liberación de microbios en todos los casos
se da en un tiempo máximo de 250 min y que los ensayos con mezclas de ellos
mostraron un incremento en la supervivencia del microbio en comparación con las
encapsuladas por separado. Cabe señalar que las diferencias encontradas en los
diferentes autores sobre el tiempo óptimo de liberación son debido al tipo de
cepa microbiana, a su concentración y al peso molecular y concentración de las
unidades monoméricas del material encapsulante.
Ensayo
de sobrevivencia del microbioma encapsulado
El ensayo de sobrevivencia del microbioma
encapsulado mostró solo una reducción del 8% (UFC mL-1 de 2,0 x 1010)
de la población microbiana previamente encapsulada (UFC mL-1 de 2,64
x 1011) en perlas mantenidas durante un mes a temperatura ambiente y
bajo sombra.
Estos resultados concuerdan con Da Silva Simões (2025), quienes reportaron
un sistema de micro-encapsulación basado en alginato y quitosano durante 28 días de almacenamiento refrigerado a
4 ± 1 °C, en el cual la superviviencia de probióticos encapsulados se redujo en
un 1,397 log UFC mL-1. Ellos encontraron que el recubrimiento de
quito-sano en la micropartícula de alginato-quitosano proporcionó una mayor
protección a los pro-bióticos durante 28 días de almacenamiento, favoreciendo
una viabilidad prolongada.
Tabla 2
Valores de liberación del microbioma encapsulado
en un sistema de agua salina presentes en un suelo agrícola del café
|
pH
|
Valores de
densidad óptica
|
Valor de UFC
mL-1
|
|
20 °C
|
25 °C
|
30 °C
|
20 °C
|
25 °C
|
30 °C
|
|
4
|
0,024
|
0,152
|
0,009
|
1,50x102
|
1,60 x106
|
1,00 x101
|
|
5
|
0,016
|
0,167
|
0,268
|
5,00 x101
|
2,10 x106
|
6,50 x106
|
|
6
|
0,014
|
0,200
|
0,016
|
2,50 x101
|
4,00 x106
|
7,00 x101
|
|
7
|
0,015
|
0,014
|
0,111
|
9,00 x101
|
1,00 x102
|
1,10 x106
|
CONCLUSIONES
La matriz óptima basado en alginato de sodio
y quitosano mostraron propiedades interesantes para la encapsulación y
conservación de un número adecuado del consorcio de microbiomas. Los resultados
muestran que el polímero utilizado, basado en alginato de sodio y quitosano, es
estable a los diferentes valores de pH de 4 a 7 y a las temperaturas de 20, 25
y 30 °C tanto en solución acuosa, salina y en un suelo agrícola, destacando las
condiciones a un pH 5 a 30 °C, cuya liberación prolongada del microbioma fue
del 26% del microbioma previamente encapsulado en un suelo agrícola del café.
El estudio cinético evidencia una liberación gradual del microbioma hasta las
72 horas, correspondiendo a un 32% de la población microbiana previamente
encapsulada y su sobrevivencia del microbioma encapsulado luego de un mes a
temperatura ambiente disminuyó un 8%. La matriz óptima mostro propiedades
interesantes para la encapsulación y conservación de un número adecuado de
microorganismos benéficos, sin embargo, se sugiere aplicar la metodología con
diferentes cantidades del microbioma para ver su capacidad de carga y estudiar
la estabilidad de las micropartículas en diferentes condiciones
mediombientales.
Este
trabajo ha sido financiado por el proyecto de inversión “Creación de la tecnología
de encapsulado biodegradable de comunidades microbianas de suelos para la
recuperación del cultivo orgánico de café afectado por la roya amarilla en tres
regiones productoras de selva del Perú (Cusco, Puno y Junín)”, SNIP N° 330468.
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