Caracterización molecular y filogenética del gen 18S ARNr del nemátodo entomopatógeno Heterorhabditis indica aislado en el norte de Perú
DOI:
https://doi.org/10.57188/manglar.2025.022Palabras clave:
ARNr, entomopatógeno, monomorfismos, polimorfismos, mutaciones, nematodoResumen
La caracterización molecular y filogenética de especies de nematodos entomopatógenos (NEPs) permiten la diferenciación de genotipos circulantes así como el mapeo de su distribución geográfica. Además, de los genotipos más agresivos en la infección de insectos. El objetivo de este estudio fue realizar la caracterización molecular y filogenética del gen 18S del ARNr del nemátodo entomopatógeno Heterorhabditis indica aislado en el norte de Perú. Se analizaron 851 bases nitrogenadas de una secuencia consenso del gen 18S del ARNr de una cepa de H. indica, aislada de bosques de algarrobo ubicados en el norte del Perú, la cual ha demostrado actividad entomopatógena contra Galleria mellonella (polilla de la cera). La secuencia consenso fue sometida a un análisis de similitud mediante la herramienta BLAST del GenBank del NCBI, empleando como criterios de búsqueda un 90% de identidad y cobertura. Las secuencias con dichos criterios fueron sometidas a un alineamiento múltiple con la secuencia consenso utilizando el software MEGA v.11. Posteriormente, el alineamiento múltiple se insertó en el software DnaSP v.5 para su caracterización a nivel de variabilidad monomórfica y polimórfica, y así identificar y diferenciar haplotipos. En el alineamiento múltiple, se eliminaron 74 bases no alineadas en sus extremos, de las que quedaron 777 en las que se identificaron y excluyeron 10 huecos (gaps), obteniéndose una matriz final de 767 bases para la caracterización molecular y filogenética. En el análisis de similitud se identificaron 6 secuencias con identidad de 84,89% a 85,11% y coberturas de 92% a 99%. En la caracterización, se encontró 58 sitios conservados (monomórficos) y 109 mostraron variabilidad (polimórficos), lo cual representa posibles eventos mutacionales. Asimismo, se identificaron seis haplotipos distintos (Hap-1 a Hap-6), con un índice de diversidad haplotípica (Hd) de 0,9524, evidenciando que la secuencia consenso evaluada presentó un solo haplotipo (Hap-2) por lo que se le asignó un código de diferenciación genotípica (C05HI). En la filogenética, la secuencia se emparentó con una secuencia registrada en el GenBank (OK493747.1), formando un grupo monofilético. Se sugiere la ampliación de estudios de H. indica C05HI el cual puede ser encontrado en suelos de bosques de algarrobo en el norte de Perú. Así mismo, se recomienda que organismos estatales implementen en sus programas de capacitación, asistencia y/o control de plagas de la especie de nematodo analizada.
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Referencias
Adrianzén, J. E. R., Dávila, R. S. C., Tesén, E. D. P., Arias, C. P. C., & Cabrera, A. C. (2024). Ecological aspects of three strains of entomopathogenic nematodes from the department of Lambayeque-Peru. Egyptian Journal of Biological Pest Control, 34(1), 53.
Amador, M., Molina, D., Guillen, C., Parajeles, E., Jiménez, K., & Uribe, L. (2015). Utilización del nematodo entomopatógenos Heterorhabditis atacamensis CIA-NE07 en el control del picudo del banano Cosmopolites sordidus en condiciones in vitro. Agronomía Costarricense, 39(3), 47-60. https://doi.org/10.15517/rac.v39i3.21791
Bautista, E. J., Mesa, L., & Gómez Alvarez, M. I. (2018). Alternativas de producción de bioplaguicidas microbianos a base de hongos: el caso de América Latina y El Caribe. Scientia Agropecuaria, 9(4), 585-604. http://dx.doi.org/10.17268/sci.agropecu.2018.04.15
Bhat, A. H., Chaubey, A. K., Shokoohi, E., & Machado, R. A. (2021). Molecular and phenotypic characterization of Heterorhabditis indica (Nematoda: Rhabditida) nematodes isolated during a survey of agricultural soils in Western Uttar Pradesh, India. Acta Parasitologica, 66, 236-252. https://doi.org/10.1007/s11686-020-00279-y
Blaxter, M. L., De Ley, P., Garey, J., et al. (1998). A molecular evolutionary framework for the phylum Nematoda. Nature, 392, 71–75. https://doi.org/10.1038/32160
Cedano Saavedra, C. E. (2019). Nematodos entomopatógenos nativos para el control de ninfas de (Proarna bergie) en espárrago, Paiján, La Libertad [Tesis de Doctorado, Universidad Nacional Agraria La Molina]. Repositorio digital UNAM. http://45.231.83.156/handle/20.500.12996/4247
Córdova-Campos, J., Calle-Ulfe, P. G., Suarez-Peña, E., Mendez-Farroñan, S., Lindo-Seminario, D. E., Calle, S. G., ... & Condemarín-Montealegre, C. (2023). Identification of effecting proteins by MALDI TOF/TOF mass spectrometry of the root-knot nematode Meloidogyne javanica. Tropical and Subtropical Agroecosystems, 26(1). http://doi.org/10.56369/tsaes.4518
Correa-Núñez, G., & Rojas-Jaimes, J. (2022). Uso de plaguicidas no autorizados en alimentos agrícolas primarios, Perú (2011-2018). Manglar, 19(1), 61-65. https://doi.org/10.17268/manglar.2022.008
Delgado-Oramas, B. P., Marquetti, I. G., Hernández, M. G. R., & Pérez, O. P. (2020). La resistencia inducida por productos derivados de plantas: alternativa para el manejo de plagas agrícolas. Revista de Protección Vegetal, 35(3).
Elbaz, A., Clavel, J., Rathouz, P. J., Moisan, F., Galanaud, J. P., Delemotte, B., Alpérovitch, A., et al. (2009). Professional exposure to pesticides and Parkinson disease. Annals of Neurology, 66(4), 494-504. https://doi.org/10.1002/ana.21717
Fernandez, M., Aznar, F. J., Raga, J. A., & Latorre, A. (2000). The origin of Lecithodesmus (Digenea: Campulidae) based on ND3 gene comparison. Journal of Parasitology, 86(4), 850-852. https://doi.org/10.1645/0022-3395(2000)086[0850:TOOLDC]2.0.CO;2
Floyd, R., Abebe, E., Papert, A., & Blaxter, M. (2002). Molecular barcodes for soil nematode identification. Molecular Ecology, 11(4), 839-850. https://doi.org/10.1046/j.1365-294X.2002.01485.x
Grifaldo-Alcantara, P. F., Alatorre-Rosas, R., Silva-Rojas, H. V., Stock, S. P., Hernández-Rosas, F., Vargas-Madriz, H., & Durán-Trujillo, Y. (2020). Caracterización molecular y morfométrica de Heterorhabditis indica (cepa CP13JA) aislado en el cultivo de caña de azúcar. Tropical and Subtropical Agroecosystems, 23(2), 64.
Gutiérrez, C. G., Villezcas, H. M. M., Pérez-Álvarez, S., & Mondaca, E. C. (2025). Formulación de hongos y nematodos entomopatógenos para el control de Heliothis virescens (Fabricius) en tomate. Revista Internacional de Contaminación Ambiental, 41, 17-25. https://doi.org/10.20937/RICA.55086
Jaramillo-Pineda, J., Guerrero-Olazarán, M., Fuentes-Garibay, J. A., Viader-Salvadó, J. M., Meza-García, J. L., & Morales-Ramos, L. H. (2015). Identificación de especies de Meloidogyne utilizando la secuenciación de regiones espaciadoras transcritas internas de ADN ribosomal de estadios juveniles. Revista Mexicana de Fitopatología, 33(1), 1-11.
Kour, S., Khurma, U., Brodie, G., & Singh, S. (2022). Modeling the potential global distribution of suitable habitat for the biological control agent Heterorhabditis indica. Ecology and Evolution, 12(6), e8997. https://doi.org/10.1002/ece3.8997
Littlewood, D. T. J., Rohde, K., & Clough, K. A. (1998). The phylogenetic position of Udonella (Platyhelminthes). International Journal for Parasitology, 28(8), 1241–1250. https://doi.org/10.1016/S0020-7519(98)00108-8
Malan, A., Knoetze, R., & Tiedt, L. R. (2014). Heterorhabditis noenieputensis n. sp. (Rhabditida: Heterorhabditidae), a new entomopathogenic nematode from South Africa. Journal of Helminthology, 88, 139–151. https://doi.org/10.1017/S0022149X12000806
Okamoto, M., Bessho, Y., Kamiya, M., Kurosawa, T., & Horii, T. (1995). Phylogenetic relationships within Taenia taeniaeformis variants and other taeniid cestodes inferred from the nucleotide sequence of the cytochrome c oxidase subunit I gene. Parasitology Research, 81(6), 451–458. https://doi.org/10.1007/bf00931785
Půža, V., & Tarasco, E. (2023). Interactions between entomopathogenic fungi and entomopathogenic nematodes. Microorganisms, 11(1), 163. https://doi.org/10.3390/microorganisms11010163
Reffstrup, T. K., Larsen, J. C., & Meyer, O. (2009). Risk assessment of mixtures of pesticides: Current approaches and future strategies. Regulatory Toxicology and Pharmacology, 56, 174–192. https://doi.org/10.1016/j.yrtph.2009.09.013
Restrepo-García, A. M., Bernal-Arias, L., & Soto-Giraldo, A. (2022). Eurhizococcus colombianus Jakubski (1965) (Hemiptera: Margarodidae): Evaluación de su control biológico utilizando una mezcla de los nematodos entomopatógenos Steinernema (Rhabditida: Steinernematidae) y Heterorhabditis (Rhabditida: Heterorhabditidae). Boletín Científico. Centro de Museos. Museo de Historia Natural, 26(1), 155–168. https://doi.org/10.17151/bccm.2022.26.1.11
Rice, P. J., Horgan, B. P., & Rittenhouse, J. L. (2010). Evaluation of core cultivation practices to reduce ecological risk of pesticides in runoff from Agrostis palustris. Environmental Toxicology and Chemistry, 29(6), 1215–1223. https://doi.org/10.1002/etc.179
Rodríguez, D., Torres, M., Uribe, L., & Flores, L. (2009). Susceptibilidad de los estadios L2 y L3 de Phyllophaga elenans a una cepa nativa de Heterorhabditis sp. en condiciones de invernadero. Agronomía Costarricense, 33(2), 171–182.
Rodríguez, P. F. (2002). Estudio faunístico y sistemático de helmintos de aves canarias (Doctoral dissertation, Universidad de La Laguna, Canary Islands, Spain).
Saitou, N., & Nei, M. (1987). The neighbor-joining method: A new method for reconstructing phylogenetic trees. Molecular Biology and Evolution, 4, 406–425. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a040454
Solis, V. M. T., Ramirez, Y. D. R. M., & Rodríguez, M. R. (2024). Agricultura de subsistencia en las zonas de influencia de las áreas naturales protegidas en Tamaulipas: Agricultura de subsistencia. Revista Mexicana de Agroecosistemas, 11(2). https://doi.org/10.60158/rma.v11i2.436
Tamura, K. (1992). Estimation of the number of nucleotide substitutions when there are strong transition-transversion and G + C-content biases. Molecular Biology and Evolution, 9, 678–687. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a040752
Torres, D., & Capote, T. (2004). Agroquímicos un problema ambiental global: uso del análisis químico como herramienta para el monitoreo ambiental. Ecosistemas, 13(3).
UN Human Rights Council. (2017). Report of the Special Rapporteur on the right to food, Olivier De Schutter. United Nation. https://digitallibrary.un.org/record/766914?v=pdf
Valdés, M. D. C. C., Rodríguez, J. G., & Velásquez, E. P. (2014). Susceptibilidad de larvas y pupas de Typophorus nigritus F. al nematodo entomopatógeno Heterorhabditis indica Poinar. Centro Agrícola, 41(3), 23–28.
Vergaray Ramírez, M. A. (2014). Patogenicidad de nemátodos entomopatógenos del género Heterorhabditis (Nematoda: Heterorhabditidae) sobre larvas de Aedes aegypti L. (Diptera: Culicidae) en condiciones de laboratorio.
Vrain, T. C., Wakarchuk, D. A., Levesque, A. C., & Hamilton, R. I. (1992). Intraspecific rDNA restriction fragment length polymorphisms in the Xiphinema americanum group. Fundamental and Applied Nematology, 15, 563–574.
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